1. Планирование операции на живых животных
- Получаем соответствующее разрешение на работу с лабораторными животными.
- Заказываем крыс и даем, по крайней мере, одну неделю акклиматизации к новой среде.
- Крысы-самки, содержащиеся в отсутствие воздействия мужских феромонов, могут прекратить цикл. Используя клетки с открытым верхом, помещаем клетку для самок между двумя клетками для самцов, чтобы обеспечить регулярные циклы самок.
- Проверяем, начался ли цикл у крыс, путем анализа вагинальной цитологии ежедневно в течение, по крайней мере, одной недели до операции.
- Используя восковой карандаш, делаем восемь разделов на предметном стекле, чтобы можно было взять вагинальные мазки от нескольких крыс .
- Промываем влагалище 0,2–0,25 мл физиологическим раствором или дистиллированной водой с помощью пипетки. Обязательно помещаем пипетку прямо у входа во влагалище, так как стимуляция шейки матки с помощью пипетки может вызвать ложную беременность. Помещаем вагинальный лаваж на предметное стекло для анализа типов клеток.
- Собираем, очищаем и стерилизуем все необходимое хирургическое оборудование для успешной асептической операции.
- Подготовьте раствор пропофола (0,1 мл раствора на 100 г живого веса).
- Готовим стерильный PBS с пенициллином (100 ЕД/мл) и стрептомицином (100 мкг/мл).
2. Подготовка операционной зоны для операции на крысе.
- Подготавливаем операционную область, как описано ранее.
- Готовим место для стрижки, разложив бритвы и хирургические скрабы.
- Подготавливаем хирургическую область, поместив рециркуляционную грелку с горячей водой на хирургическую область, чтобы поддерживать температуру тела на протяжении всей операции. Помещаем стерильную водонепроницаемую прокладку на грелку с рециркуляцией горячей воды. Разложим хирургические инструменты, швы, стерильную стеклянную чашку Петри, стерильную марлю, зажимы для ран и аппликатор зажимов для ран на стерильном операционном поле.
- Подготавливаем зону восстановления, поместив рециркуляционные грелки с горячей водой наполовину под пустой клеткой, чтобы позволить крысам уйти от тепла, если это необходимо.
3. Обезболивание и подготовка крысы к операции
- Записываем вес крысы и определяем стадию течки путем оценки вагинальной цитологии.
- Делаем укол пропофола инсулиновым шприцом в брюшную полость ,делая складку кожи.
- Адекватную глубину анестезии определяем по отрицательному ответу на раздражение пальца ноги. Используя бритвы, бреем место операции.
- Дезинфицируем и подготавливаем место операции тремя чередующимися мазками хлоргексидинового скраба и 70% этанола.
- Накрываем животное стерильным полем.
4. Перевязка матки
- Делаем небольшой (~ 1 см) разрез по средней линии с помощью небольших ножниц или лезвия скальпеля, заканчивающегося на 0,5–1,0 см ростральнее входа во влагалище.
- Вставляем закрытые ножницы в отверстие таким образом, чтобы лезвия находились между стенкой тела и брюшной стенкой. Аккуратно рассекаем область вокруг разреза, медленно открывая и закрывая ножницы, чтобы брюшная стенка была достаточно отделена от кожи. Оставшиеся видимые спайки между брюшной стенкой и кожей вокруг места разреза можно осторожно надрезать. Отсутствие адекватного тупого рассечения места разреза затруднит закрытие брюшной стенки.
- Используя небольшие щипцы, аккуратно находим рог матки. Матка расположена дорсально по отношению к кишечнику, что мы видим при первом входе в место разреза. В некоторых случаях проще всего сначала определить местонахождение яичника и связанного с ним жирового тела яичника. Аккуратно тянем за рог матки и проводим под ним открытый пинцет, который будет служить втягивающим средством.
- Аккуратно вставляем два кусочка 6-8 см черного плетеного шелкового шва 3-0 (без иглы) под растянутый рог матки.
- Надежно перевязываем рог в маточно-трубном соединении (только каудальнее фаллопиевой трубы) и в маточно-цервикальном соединении (только ростральнее шейки матки), используя квадратный узел в каждом месте. Оставляем концы шва на этом этапе.
- Вырезаем участок рога матки между двумя перевязками и помещаем ткань в стерильную стеклянную чашку Петри, содержащую ~ 100 мкл PBS, содержащего пенициллин (100 ЕД/мл) и стрептомицин (100 мкг/мл). Обрезаем концы шелкового шва в последнюю очередь. Если швы разошлись или появилось кровотечение, находим конец и завязываем еще один узел.
5. Подготовка эндометриоидных имплантатов из иссеченной матки.
- Во время манипуляций с иссеченной маткой накрываем живот стерильной марлей и при необходимости поддерживаем гидратацию стерильным PBS, содержащим пенициллин и стрептомицин.
- Зачищаем иссеченный рог матки от жира.
- При желании взвешиваем иссеченный рог матки.
- Открываем рог матки, вставив одно лезвие маленьких ножниц (длина лезвия 14 мм) в просвет и аккуратно сдвинув ножницы вниз по рогу матки, удерживая рог пинцетом.
- В стеклянной чашке Петри используем пуансон для биопсии 2 мм, чтобы вырезать три имплантата одинакового размера.
6. Ушивание эндометриоидных имплантатов в брюшной полости
- Помещаем стерильную марлю непосредственно над местом разреза и тщательно смачиваем стерильным PBS, содержащим пенициллин и стрептомицин.
- Маленькими гладкими щипцами аккуратно находим слепую кишку и продвигаем ее рострально вдоль тонкой кишки. Вырываем небольшой (4-5 см) участок кишки, отстоящий не менее чем на две артерии от слепой кишки, и располагают его веером на предварительно смоченной марле так, чтобы был хорошо виден артериальный каскад брыжейки кишки. Всегда держим кишечник влажным стерильным физиологическим раствором. Примечание: нельзя пользоваться зубчатыми щипцами при работе с кишечником.
- Используем черный этилоновый шов 3-0 с иглой P-1, 11 мм, 3/8 круга, с обратным разрезом, чтобы аккуратно пришить один имплантат к артерии примерно в 0,5 см от кишечника.
- Примечание: брыжейка кишечника покрыта тонким слоем брюшины. Осторожно делаем чистый проход через этот слой при наложении швов вокруг артерии. Медленно и осторожно протянем шов, чтобы не разорвать брюшину и не разорвать артерию.
- Завязываем два узла по одному броску каждый, стараясь не затягивать шов слишком сильно, так как это может привести к потере кровотока и последующему некрозу кишечника и смерти. Обрезаем шов в пределах 2 мм от имплантата. Снова промываем кишечник, чтобы поддерживать гидратацию, прежде чем переходить к следующему имплантату.
- Двигаясь в ростральном направлении, вытаскиваем следующие 3-4 см кишки и осторожно заменяем участок, который уже содержит имплантат. Пропускаем одну или две артерии из места предыдущего имплантата и зашиваем следующий имплантат. Повторяем для третьего имплантата.
- Засовываем всю кишку в брюшную полость.
7. Закрытие операционной раны
- Убедимся в том, что все органы примерно вернулись к своему анатомическому положению.
- Используем викриловый шов с покрытием 3-0 непрерывным стежком, чтобы закрыть брюшную стенку.
- Используем зажимы для ран 9 мм, чтобы закрыть кожу.
Список литературы
- Шарп-Тиммс КЛ. Использование крыс в качестве исследовательской модели для изучения эндометриоза. Анна. Академик Нью-Йорка науч. 2002 г.; 955 : 318–327.https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/11949958/
- Анестизия для грузынов.https://multiurok.ru/files/aniestieziia-dlia-ghryzunov.html
- Мышиная модель хирургически индуцированного эндометриоза путем аутотрансплантации ткани матки.https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3339870/#!po=9.18367
- Вернон М.В., Уилсон Э.А. Исследования по хирургической индукции эндометриоза у крыс. Плодородный. Стерильно. 1985 год; 44 : 684–694.https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/4054348/
- Уиттен В.К., Бронсон Ф.Х., Гринштейн Дж.А. Вызывающий эструс феромон самцов мышей: перенос по воздуху. Наука. 1968 год; 161 : 584–585.https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/5690897/
- Крыса как животная модель эндометриоза для изучения рецидива эктопической ткани эндометрия после регрессии.https://translated.turbopages.org/proxy_u/en-ru.ru.11f61242-6418b77f-661a002d-74722d776562/https/pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/2332064/
- Стилли Дж.А., Вудс-Маршалл Р., Сутовский М., Сутовский П., Шарп-Тиммс К.Л. Снижение плодовитости самок крыс с хирургически индуцированным эндометриозом и их дочерей: возможная роль тканевых ингибиторов металлопротеиназы 1. Биол. Воспр. 2009 г.; 80.https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/19020297/
- Каммингс А.М., Меткалф Дж.Л., Бирнбаум Л. Продвижение эндометриоза с помощью 2,3,7,8-тетрахлордибензо-п-диоксина у крыс и мышей: зависимость от времени и дозы и сравнение видов. Токсикол. заявл. Фармакол. 1996 год; 138 : 131–139.https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/8658502/
- Критерии оценивания патологических изменений при моделировании эндометриоза у крыс.https://cyberleninka.ru/article/n/kriterii-otsenki-patologicheskih-izmeneniy-pri-modelirovanii-endometrioza-u-krys
- Сравнительная оценка эффективности перспективных препаратов для таргетной терапии эндометриоза на основании экспериментальной модели заболевания.https://cyberleninka.ru/article/n/sravnitelnaya-otsenka-effektivnosti-perspektivnyh-preparatov-dlya-targetnoy-terapii-endometrioza-na-osnovanii-eksperimentalnoy
- Внутрибрюшинное и подкожное моделирование эндометриоза у крыс.https://cyberleninka.ru/article/n/sravnitelnaya-otsenka-effektivnosti-perspektivnyh-preparatov-dlya-targetnoy-terapii-endometrioza-na-osnovanii-eksperimentalnoy
- Хирургическое моделирование эндометриоза на крысах.https://www.researchgate.net/publication/319302064_Hirurgiceskoe_modelirovanie_endometrioza_na_krysah
- Экспериментальные модели эндометриоза: разные подходы для разных задач.https://www.mediasphera.ru/issues/problemy-reproduktsii/2016/5/1102572172016051029
- Способ моделирования экспериментальной раны мягких тканей у крыс для разработки тактики лечения.https://yandex.ru/patents/doc/RU2703709C1_20191021
- Эндометриоз у мышей: проблемы и прогресс в создании «наилучшей мышиной модели».https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC8794744/
- Анатомическое строение половой системы у крыс.https://privetstudent.com/referaty/biologiya-referaty/193-mochepolovoy-apparat-krysy.html